ALFA, Revista de Investigación en
Ciencias Agronómicas y Veterinarias
mayo-agosto-2017
Volumen 1,
Número 2,
pp. 27-36
Contribución al desarrollo de una
producción agropecuaria eficiente y sostenible en Ecuador con el uso de
bioproductos microbianos autóctonos
Contribution to the development of an efficient and
sustainable agricultural production in Ecuador with the use of native microbial
bioproducts
Ángel Guzmán1
pelijad@yahoo.com
Diego Zambrano1
Ana Rondón2
1Escuela Superior Politécnica Agropecuaria de
Manabí Manuel Félix López, Ecuador
2Universidad de Matanzas “Camilo Cienfuegos”,
Cuba
Artículo
recibido en octubre de 2016, arbitrado
enero de 2017 y publicado en mayo de 2017
RESUMEN
En
el presente estudio se realizó el aislamiento y la selección de microorganismos
autóctonos (hongos y bacterias) degradadores de materia orgánica fibrosa. Se
emplearon para el aislamiento medios de cultivos que contenían como fuente de
carbono a la celulosa. Se seleccionaron las cepas que produjeron un halo de
hidrólisis incoloro alrededor de la colonia en el medio Carboximetilcelulosa y
en el medio almidón. La cepa bacteriana A.O-19 presentó la mayor actividad
CMCasa con 12,33 mm mientras que la cepa B.M-1 demostró mayor actividad
amilolítica con 9,33 mm de diámetro de halo de hidrólisis. En las cepas
fúngicas la A.Q-8 presento la mayor actividad CMCasa con 10,33 mm. Mientras que
la cepa A.Q-7 presento la mayor actividad amilolítica con 12,00 mm de diámetro
de halo de hidrólisis.
Palabras
clave: producción agropecuaria eficiente y sostenible;
bioproductos; microbianos
ABSTRACT
In the present study, the isolation and
selection of autochthonous microorganisms (fungi and bacteria) degrading
fibrous organic matter was carried out. Culture media containing cellulose as
the carbon source were used for the isolation. The strains that produced a
colorless hydrolysis halo around the colony in the Carboxymethylcellulose
medium and in the starch medium were selected. Bacterial strain A.O-19 showed
the highest CMCase activity with 12.33 mm while strain B.M-1 showed greater
amylolytic activity with 9.33 mm hydrolysis halo diameter. In the fungal
strains, A.Q-8 showed the highest CMCase activity with 10.33 mm. While strain
A.Q-7 showed the highest amylolytic activity with a diameter of 12.00 mm of
hydrolysis halo.
Key words: efficient and sustainable agricultural production;
bioproducts; microbial
INTRODUCCIÓN
El
impacto ecológico producido por la agricultura convencional, está llevando a
comprender sus grandes limitaciones para resolver el problema de la seguridad
alimentaria, especialmente en los países en vía de desarrollo. Su aplicación no
solo ha provocado la degradación de los recursos naturales (agua, suelo y
vegetación), sino también es responsable de la pérdida paulatina del
conocimiento o saber campesino en el manejo de los diversos sistemas de
producción. Dentro de este modelo de agricultura convencional el recurso suelo
es considerado simplemente como un soporte en el cual se incorporan los
nutrientes para el desarrollo de las plantas y se aplican agroquímicos sin
ninguna consideración medioambiental; no se logra entender que este recurso
tiene vida y su dinámica está estrechamente relacionada con los ciclos de la
naturaleza y es un recurso no renovable a corto plazo. (Linares y Monedero,
2004).
Precisamente
uno de los procesos ecológicos que tiene lugar en el suelo agrícola es el
ciclaje de nutrientes donde participa la microbiota del suelo descomponiendo la
materia orgánica para liberar los elementos contenidos en ella. En estado
natural este proceso se ve condicionado por factores ambientales y
antropocéntricos en dependencia al modelo de agricultura implementado en el
agrosistema, lo cual conduce al desarrollo y uso de tecnologías en procura de
potenciar la actividad microbiana en el aprovechamiento de los desechos y
residuos orgánicos generados tanto en la
ciudad como en el sector rural.
La
ansiada seguridad y soberanía alimentaria declarada en la constitución y leyes
del Ecuador, nos conduce a generar alternativas prácticas que reduzcan la
dependencia tecnológica foránea. En el campo de la microbiología vegetal
resulta de vital importancia hacer uso de la diversidad biológica, que
caracteriza a nuestro país, para potenciar los procesos ecológicos dentro de
los agrosistemas, como por ejemplo el ciclaje de nutrientes a través de la
descomposición de la materia orgánica.
La
disposición final de la gran cantidad de residuos orgánicos producidos en el
mundo representa un problema que afecta al medio ambiente, en los actuales
momentos se busca reducir la masa de estos tipos de residuos mediante la
implementación de métodos biotecnológicos que contribuyan a disminuir su
volumen y a favorecer su reutilización. (Diorio et, al., 2003).
El
suelo es el componente básico de los ecosistemas terrestres, algunos edafólogos
lo definen como un teatro maravilloso de la vida, no solo por la diversidad que
alberga sino porque funciona como reciclador de la materia orgánica y
controlador, tanto de la dinámica de la circulación de nutrientes como de los
flujos de energía. (Chamorro, 2001).
Al
contar con microorganismos autóctonos, plenamente seleccionados e identificados
capaces de realizar funciones específicas en la transformación de la materia
orgánica se da la oportunidad de desarrollar biotecnologías propias para el
manejo de los desechos y residuos orgánicos, a través de compostaje y
convertirlos en abonos que contribuyan en la implementación de un modelo de
agricultura eficiente y sostenible.
La
celulosa es un polisacárido lineal formado por residuos de glucosa unidos por
enlaces beta 1-4. Estas cadenas lineales de celulosa interaccionan entre sí por
medio de enlaces de puentes de hidrógeno dando lugar a la formación de
microfibrillas con regiones altamente ordenadas que le dan las características
de insolubilidad, rigidez y resistencia al ataque enzimático y que se conocen
como regiones cristalinas. Cuando a lo largo del haz de cadenas se rompen los
puentes de hidrógeno se forman regiones denominadas amorfas, que permiten su
hidratación y mejor accesibilidad al ataque enzimático. (González, et, al.,
2002).
En
los actuales momentos en el Ecuador existen presentaciones comerciales de
microorganismos, etiquetados como eficientes para la degradación y compostaje
de la materia orgánica, cuyo lugar de origen corresponde con características
edafoclimáticas muy diferentes a la nuestra, en muchas ocasiones no se les ha
comprobado su acción e inocuidad para poder aplicarlas en nuestro medio.
Propiedades
de las enzimas
Las
enzimas presentan tres propiedades que son: contienen un sitio activo o
catalítico la cual es una región que se pone en contacto con el sustrato; la
especificidad que la capacidad de la enzima para poder reconocer el reactante
(llamado sustrato) de la reacción que acelera, además determina que sustrato es
el que se usa para la reacción enzimática y por último la afinidad que es la
capacidad de la enzima para determinar cuánto sustrato utiliza para iniciar su
función de acelerar la reacción bioquímica. (Grajales, 2005).
Factores de
crecimiento
La
célula microbiana está compuesta por una multitud de compuestos orgánicos que
conjuntamente determinan su estructura y su actividad fisiológica; estos
incluyen aminoácidos, vitaminas, purinas entre otros, ciertos organismos son
incapaces de producir una o más sustancias esenciales, por lo tanto para que
puedan sobrevivir y desarrollarse, debe existir fuentes externas disponibles de
estas sustancias, las cuales se toman del exterior y son llamados factores de
crecimiento, que son compuestos orgánicos que en pequeñas concentraciones
promueven el crecimiento. (Anaya, 2003).
Objetivos
Aislar
cepas autóctonas de microorganismos degradadores de materia orgánica fibrosa en
diferentes hábitats.
Seleccionar las cepas de microorganismos más
eficientes de acuerdo a características deseables.
MATERIALES Y MÉTODOS
La
investigación se condujo en el laboratorio de biología molecular de la Escuela
Superior Politécnica de Manabí Manuel Félix López.
Fases de la
investigación aislamiento de cepas factor en estudio
Forma de
captura (c). Hábitats (h).
Niveles.
C1= suelo. C2= trampa. H1= bosque.
H2= área convencional. H3= área orgánica.
H4= área residuos caña
Cuadro 1. Tratamientos.
|
Nª |
Código |
Descripción |
|
|
|
Forma
de captura |
Hábitats |
|
|
1 |
C1H1 |
Suelo |
Bosque |
|
2 |
C1H2 |
Suelo |
Área
química |
|
3 |
C1H3 |
Suelo |
Área
orgánica |
|
4 |
C1H4 |
Suelo |
Área caña azúcar. |
|
5 |
C1H5 |
Suelo |
Compost |
|
6 |
C2H1 |
Trampa |
Bosque |
|
7 |
C2H2 |
Trampa |
Área
química |
|
8 |
C2H3 |
Trampa |
Área orgánica |
|
9 |
C2H4 |
Trampa |
Área
caña azúcar. |
|
10 |
C2H4 |
Trampa |
Compost |
Aislamiento
de microorganismos. Los microorganismos (bacterias y hongos) celulolíticos y
amilolíticos fueron aislados por diluciones seriadas (Stanier 1996), y se
sembraron en placas en un medio cuya única fuente energética era la celulosa
(ver cuadro 2), por triplicado. Posteriormente se incubaron por 24 horas a 37°C
las cepas bacterianas y las fúngicas de 3 a 5 días a 30°C.
Cuadro 2. Composición del
medio de selección.
|
MEDIO DE CULTIVO |
COMPOSICIÓN |
(g/L) |
||
|
AGAR NUTRITIVO MODIFICADO. (bacterias) |
Peptona |
6 |
||
|
Extracto
de levadura |
2 |
|||
|
|
Cloruro
de sodio |
5 |
||
|
|
Celulosa |
15 |
||
|
|
Agar |
15 |
||
|
|
Ajustar
pH 7.3+/-2 |
|
||
|
MEDIO DE CULTIVO |
COMPOSICIÓN |
(g/L) |
||
|
AGAR
SABORAUD MODIFICADO (hongos) |
PEPTONA |
10 |
||
|
Celulosa |
15 |
|||
|
|
Agar |
15 |
||
|
|
Ajustar pH
5.6+/-2 |
|||
Capturadores (trampas). Se empleó el
método evaluado por (Benavides Hermida, 2008), para lo cual se prepararon
placas para colocarlas en el campo pero se modificó la composición de los
medios de cultivo se utilizó el agar nutriente para bacterias y el agar
sabouraud para hongos filamentosos enriquecidos con celulosa, las cajas se ubicaron
a una profundidad de 10cm de profundidad en los
mismos puntos de localización de donde se extrajo la muestra de suelo como
fue del, área del bosque, convencional, orgánica, caña de azúcar y de compost,
transcurridas 24 horas las placas con agar nutriente para bacterias, se
retiraron y se llevaron al laboratorio, mientras que para los hongos se lo
realizo a las 72 horas. Las cepas de microorganismos (hongos y bacterias) que
se crecieron en las placas petri se las aisló en cuanto a la forma y color de
la colonia y se la sembró en tubos con agar nutritivo para bacterias y agar
sabouraud para hongos.
Cuadro 3. Composición del
medio de selección bacterias celulolíticas.
|
MEDIO
DE CULTIVO |
COMPOSICIÓN |
(g/L) |
|
Agar
Carboximetilcelulosa. |
Carboximetilcelulosa |
10 |
|
|
Extracto
de levadura |
2.5 |
|
|
Peptona
universal |
2.5 |
|
|
Sulfato
de amonio |
0.5 |
|
|
Cloruro de calcio |
0.5 |
|
|
Fosfato monobásico de potasio |
0.1 |
|
|
Fosfato
dibásico de potasio |
0.1 |
|
|
Agar |
15 |
|
|
Ajustar pH 7.0+/-2 |
|
Selección de
acuerdo a características deseables determinación de la capacidad
biodegradativa de la celulosa
Se
realizó una prueba cualitativa de la actividad celulolítica a partir de los
microorganismos (hongos y bacterias) aislados, esta prueba se la realizo
mediante la siembra en punción en agar Carboximetilcelulosa; (ver cuadro 3),
las cajas petri fueron incubadas a 37°C, por 72 horas, después de esto se
realizó una tinción adicionando rojo Congo al 1% como revelador, el colorante
se dejó actuar por 15 min, se retiró el exceso y se adiciono una solución de
cloruro de sodio (NaCl) 2M, dejando reposar por quince minutos más,
transcurrido este tiempo se determinó la actividad celulolítica por la
presencia de zonas de aclaramiento (halos) manifestado por la hidrólisis de la
celulosa cuyo diámetro fue medido en milímetros. (Teather y Wood. 1982). Citado
por (Gaitán, y Pérez, 2007).
Determinación
de la capacidad biodegradativa del almidón
Siguiendo
el método en placas se reemplazó la Carboximetilcelulosa por el almidón (ver
cuadro 3).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Durante
la fase preliminar de esta investigación, se aislaron 130 cepas de hongos y 93
de bacterias a partir de muestras de suelo y mediante la colocación de cajas
con medio selectivo en diferentes hábitats. En el (cuadro 4) se indica la
frecuencia y el porcentaje de microorganismos (hongos y bacterias)
desarrollados en cada uno de los hábitats.
A
partir de muestras de suelo se lograron aislar 153 aislados por medio de
diluciones seriadas y sembrados en placas. De acuerdo con (Arroyo, 2010).
Mediante esta técnica se logra obtener un gran número de aislados debido a que
se emplean medios enriquecidos y selectivos.
Cuadro 4. Frecuencia de microorganismos (hongos y bacterias) aislados según el
hábitats.
|
Hábitats |
Bacterias |
Hongos |
Frecuencia |
Porcentaje % |
|
Área
orgánica |
26 |
20 |
46 |
20,6 |
|
Área química |
7 |
50 |
57 |
25,6 |
|
Bosque |
12 |
16 |
28 |
12,6 |
|
Caña
de azúcar |
41 |
19 |
60 |
26,9 |
|
Compost |
7 |
25 |
32 |
14,3 |
|
|
|
Total |
223 |
100,0 |
Según
el análisis estadístico de la frecuencia en cuanto al hábitats en los suelos
bajo agricultura orgánica se obtuvo el 20,6 %, agricultura química el 25,6%, en
el bosque secundario el 12,6 %, en la caña de azúcar el 26,9 % y en el área de
compost el 14,3 %.
(Vilches,
2002). Menciona que es indispensable considerar el tipo de muestra y zona de
muestreo debido que es una condición importante para lograr aislar cepas con
altas posibilidades degradativas de residuos celulósicos. En este estudio se
trabajó con muestras de suelo de diferentes hábitats. En el cuadro 5 se muestra
la frecuencia y el porcentaje de las bacterias y hongos aislados según la forma
de captura.
Cuadro 5. Frecuencia de microorganismos (hongos y bacterias) aislados según la
forma de captura.
|
Forma de captura |
Bacteria |
Hongos |
Frecuencia |
Porcentaje % |
|
Suelo |
71 |
82 |
153 |
68,61 |
|
Trampa |
22 |
48 |
70 |
31,39 |
|
|
|
Total |
223 |
100,0 |
Según
el análisis estadístico de la frecuencia de la forma de captura el 68,61 % de
microorganismos (hongos y bacterias) crecieron mediante muestras de suelo y
solo un 31,39 % se aislaron de las trampas colocadas en el campo.
Selección
de microorganismos de acuerdo a características deseable evaluación de la
actividad enzimática.
Prueba
cualitativa de la actividad celulolítica
A
las 223 cepas puras de microorganismos (130 hongos y 93 bacterias) se le
determino la actividad enzimática, midiendo los halos de hidrólisis, una vez
concluida la siembra en punción en agar CMC al 1% y transcurridas las 72 horas
de incubación. De las 223 cepas puras de microorganismos únicamente 77 (30
bacterias y 47 hongos) obtuvieron resultados positivos mediante la formación
zonas de aclaramiento. En el cuadro 4 se observa los aislados bacterianos
seleccionados por la presencia del halo de degradación.
Cuadro 6. Análisis de conglomerado cepas bacterianas seleccionadas de acuerdo al
halo de hidrólisis P<0,05.
|
Conglomerado |
Celulosa |
|
Almidón |
|
|
Grupo |
Halo (mm/hora) |
E.E |
Halo (mm/hora) |
E.E |
|
1 |
6,75 b |
1,34 |
8,71 a |
0,59 |
|
2 |
3,40 b |
0,67 |
0,47 a |
0,30 |
El
valor de p<0,05 (p= 0,0343) indica que, en una o más cepas bacterianas las
medias de los halos presentan diferencias significativas. Debido a estas
diferencias encontradas se realizó la prueba de Tukey. En la figura 1 se
muestra el dendograma formado por la variable, cepa bacteriana, según el
diámetro del halo de hidrólisis.- se revelan dos grupos en el dendograma para
el análisis de conglomerados, los cuales se forman debido al grado de similitud
existente entre las medias de los diámetros del halo. En el primer grupo se
encuentran dos cepas A.O-19 y la B.M-1 con una media de 6,75 mm, mientras que
en el grupo dos hay 8 cepas y entre ellas se encuentran las cepas B.M-5, B.M-7,
A.Q-3, R.C-2, R.C-4, R.C-6, R.C-13 y la R.C-18, con una media de 3,40 mm.
(Gaitán
y Pérez, 2007); (Mikan y Castellanos, 2004).- obtuvieron resultados de
degradación de celulosa por bacterias que no superaron los 4 y 3 mm de
diámetro.- con esto se determina que la bacterias A.O-19 cuenta con buena
capacidad para llevar a cabo la hidrólisis de la celulosa ya que superan los
diámetros dados por las bacterias aisladas por estudios realizados
anteriormente.
Figura 1. Dendograma en
función del halo de degradación de la celulosa y el almidón en bacterias.
Cuadro 7. Cepas bacterianas seleccionadas en cuanto al diámetro del halo de
degradación del almidón.
|
Cepa |
Promedio Halo de Hidrólisis almidón (mm). |
|
A.O-19 |
8,08 |
|
A.Q-3 |
0.00 |
|
B.M-1 |
9,33 |
|
B.M
-5 |
0.00 |
|
B.M
-7 |
3,78 |
|
R.C-2 |
0.00 |
|
R.C-4 |
0.00 |
|
R.C-6 |
0.00 |
|
R.C-13 |
0.00 |
|
R.C-18 |
0.00 |
En el cuadro 4 se observa el análisis realizado sobre la actividad
enzimática, La actividad amilolítica mostró un valor de p<0,05 (p= <0,0001),
lo cual evidencia que existen diferencias significativas en los diámetros de
los halos producidos por las bacterias de las cepas A.O-19 y la B.M-1. Estas
cepas presentaron mayor actividad enzimática con una media de 8,71mm con
respecto a la B.M-7 que tiene una media de 0,47 mm. Sánchez et al, (2005) manifiesta que el
principio de esta prueba se basa en la incapacidad que presenta el lugol para
pigmentar las zonas en las que el almidón ha sido hidrolizado por acción
enzimática. Por esta razón se utilizó la prueba de lugol para la determinación
de microorganismos que producen enzimas amilolíticas exocelulares, ya que este
test permite el reconocimiento de las mismas por la formación de un halo no
pigmentado y de diámetro variable este fenómeno se observa cuando se expone el
cultivo a la acción del lugol durante un periodo aproximado de 1 a 3 min.
Cuadro 8. Cepas fúngicas
seleccionadas de acuerdo al halo de hidrólisis P<0,05.
|
Conglomerado |
Celulosa |
|
Almidón |
|
|
Grupo |
Halo (mm/hora) |
E.E. |
Halo (mm/hora) |
E.E. |
|
1 |
11,17
a |
0,26 |
6,75 a |
0,52 |
|
2 |
9,07 b |
0,28 |
6,13 a |
0,57 |
En la figura 2 se muestra en dendograma
formado por la variable, cepa fúngica,
según el diámetro del halo de hidrólisis.- se revelan dos grupos en el dendograma
para el análisis de conglomerados. En
el primer grupo se encuentran dos
cepas A.O-19 y la B.M-1 con una media de 6,75 mm,
mientras que en el grupo dos hay 8 cepas y entre ellas se encuentran las
cepas B.M-5, B.M-7, A.Q-3, R.C-2, R.C-4, R.C-6, R.C-13 y la R.C-18, con una
media de 3,40 mm.
Cuadro 9. Cepas fúngicas seleccionadas en cuanto al diámetro del halo de
degradación del almidón.
|
Cepa |
Promedio
Halo de Hidrólisis almidón
(mm). |
|
A.O-1 |
10,3 |
|
A.O-2 |
11,3 |
|
A.O-3 |
9,00 |
|
A.O-4 |
8,67 |
|
A.O-5 |
9,00 |
|
A.O-6 |
11,0 |
|
A.Q-3 |
11,0 |
|
A.Q-7 |
12,0 |
|
A.Q-8 |
11,33 |
|
A.Q-27 |
10,0 |
|
R:C-3 |
8,67 |
En el cuadro 5.- se observa el
análisis realizado sobre la actividad enzimática, amilolítica la cual mostró un
valor de p<0,05 (p= <0,4265), lo cual evidencia que no existen
diferencias significativas en los
diámetros de los halos producidos por cepas fúngicas.- En el primer grupo se encuentran dos cepas A.Q-8, A.Q-3, A.O-1,
A.O-2, A.Q-7 Y A.O-6 con una media de 6,75 mm,
mientras que en el grupo dos hay 8 cepas y entre ellas se encuentran las
cepas A.O-3, A.O-4, A.O-5, A.Q-27 y la R.C-3, con una media de 6,13 mm.
Figura 2. Dendograma
en función del halo de degradación de la celulosa y el almidón en hongos
Figura 3. Zonas de
aclaramiento (hidrolisis enzimática)
CONCLUSIONES
Para
finalizar se pudo determinar que aislar cepas autóctonas de microorganismos
degradadores de materia orgánica fibrosa en diferentes hábitats, (bacterias y
hongos) celulolíticos y amilolíticos por diluciones seriadas (Stanier 1996).
Posteriormente, incubadas por 24 horas a 37°C las cepas bacterianas y las
fúngicas de 3 a 5 días a 30°C. mostró un valor de p<0,05 (p= <0,4265),
evidenció que no existen diferencias significativas en los diámetros de los
halos producidos por cepas fúngicas.- En el primer grupo se encuentran dos
cepas A.Q-8, A.Q-3, A.O-1, A.O-2, A.Q-7 Y A.O-6 con una media de 6,75 mm,
mientras que en el grupo dos hay 8 cepas y entre ellas se encuentran las cepas
A.O-3, A.O-4, A.O-5, A.Q-27 y la R.C-3, con una media de 6,13 mm. Este estudio
contribuyó al desarrollo de una producción agropecuaria eficiente y sostenible
en Ecuador poniendo a prueba el uso bioproductos microbianos autóctonos.
REFERENCIAS
Anaya, A. (2003). Ecología química. 1 ed. plaza y Valdés.
México
Arroyo, J. (2010). Selección de microorganismos fúngicos
productores de enzimas celulolíticas para hidrolizar bagazo de agave (Agave
tequilera). Tesis. Biólogo. Universidad Michoacana san Nicolás Hidalgo.
Morelia, Michoacán México
Chamorro, C. (2001). El suelo maravilloso teatro de la
vida. Rev.Acad. Colombia ciencia. Vol. 25
484-486
Benavides, G. Hermida, A. (2008). Aislamiento e
identificación de flora bacteriana nativa del suelo de los páramos Cruz Verde Y
Guasca (Cundinamarca). Tesis Microbiolo Industrial. Pontificia Universidad
Javeriana. Bogotá D.C. P.
Diorio, L., Forchiassin, F., Papinutti, V. Sueldo, D.
(2003) “Actividad enzimática y degradación de diferentes tipos de residuos
orgánicos por Saccobolus saccoboloides (Fungi, Ascomycotina)”. Rev Iberoam
Micol. P. 11-15
Gaitán, D. y Pérez, L. (2007). Aislamiento y evaluación
de microorganismos
celulolíticos a partir de residuos vegetales frescos y en
compost generados en un cultivo de crisantemo (Dendranthema grandiflora). Tesis
Microbióloga Industrial. Pontificia Universidad Javeriana. Bogotá. Colombia. P.
64
González, A. Mejía, T. Mújica, F. Ortega, J. (2002).
Proteínas con afinidad a celulosa: una herramienta en biotecnología. Avance y
Perspectiva. V 21. P 267
Grajales, O. (2005). Apuntes de bioquímica vegetal. Bases
para su aplicación fisiológica. 1 ed UNAM. P 43-44. México.
Linares, C. Monedero, M. (2004). Uso, manejo y
conservación de los suelos. 1 ed. La Habana. Cuba. P 6
Mikán, J. castellano, D. (2004). Screening para el
aislamiento y caracterización de microorganismos y enzimas potencialmente
útiles para la degradación de celulosas y hemicelulosas. Revista Colombiana de
Biotecnología. V 6. P 58-71
Sánchez, C. Mejía, C. Figueroa, C. Esquivia, M. Agudelo,
L. Zapata, N. Gómez, M. (2005). Estudio de cepas nativas amilolíticas. Vitae,
Revista de la facultad de química farmacéutica. V 12. P. 21-28. Universidad de
Antioquia, Medellín - Colombia
Stanier, R. S. (1996). Microbiología. Barcelona.
Editorial Revert. 2 ed, 750
Vilches, L. (2002). Determinación de la actividad de exoglucanasas
de cepas fúngicas nativas de las provincias de Huaylas y Huaraz. Universidad
Nacional Mayor de San Marcos. Tesis Biólogo. Lima-Perú